Правила содержания лабораторных животных. Гигиена лабораторных животных. Биохимические и гематологические показатели

Действующий

МУК 4.2.2939-11

МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ

4.2. МЕТОДЫ КОНТРОЛЯ. БИОЛОГИЧЕСКИЕ И МИКРОБИОЛОГИЧЕСКИЕ ФАКТОРЫ

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней

Дата введения: с момента утверждения

1. Разработаны Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Российский научно-исследовательский противочумный институт "Микроб" Роспотребнадзора (В.В.Кутырев, И.Н.Шарова, Н.А.Осина, Е.С.Казакова, Е.А.Плотникова, С.А.Пионтковский, Т.Ю.Красовская, Д.В.Уткин, С.А.Щербакова); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Иркутский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (С.В.Балахонов, Т.И.Иннокентьева, М.В.Чеснокова, А.В.Мазепа, С.А.Татарников); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ставропольский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (А.Н.Куличенко, О.В.Малецкая, Т.В.Таран, А.П.Бейер, А.В.Таран); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Волгоградский научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (В.В.Алексеев, А.В.Липницкий, В.А.Антонов, Д.В.Викторов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Ростовский-на-Дону научно-исследовательский противочумный институт" Роспотребнадзора (Н.В.Павлович, Н.Л.Пичурина, Н.В.Аронова, Н.Н.Оноприенко, М.В.Цимбалистова, А.С.Водопьянов); Федеральным казенным учреждением здравоохранения "Противочумный центр" Роспотребнадзора (В.Е.Безсмертный, С.М.Иванова); Федеральным бюджетным учреждением здравоохранения "Федеральный центр гигиены и эпидемиологии" Роспотребнадзора (В.Г.Сенникова, М.В.Зароченцев, В.В.Мордвинова); Федеральным государственным учреждением науки "Государственный научный центр прикладной микробиологии и биотехнологии" Роспотребнадзора (И.А.Дятлов, А.Н.Мокриевич, С.Ф.Бикетов, М.В.Храмов, Н.И.Лунева); Федеральным государственным бюджетным учреждением "ГИСК им. Л.А.Тарасевича" Минздравсоцразвития (И.В.Борисевич, Л.В.Саяпина).

3. Утверждены Руководителем Федеральной службы по надзору в сфере защиты прав потребителей и благополучия человека, Главным государственным санитарным врачом Российской Федерации Г.Г.Онищенко 14 июля 2011 г.

1. Область применения

1. Область применения

1.1. Настоящие методические указания определяют порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий территориального, регионального и федерального уровней, формы и методы их взаимодействия, номенклатуру и объем исследования, требования к лабораториям, специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований, материально-техническому обеспечению исследований, к биологической безопасности проведения работ.

1.2. Настоящие методические указания предназначены для специалистов бактериологических лабораторий учреждений, осуществляющих государственный санитарно-эпидемиологический надзор за туляремией в Российской Федерации, лечебно-профилактических и противочумных учреждений.

2. Нормативные ссылки

2.1. Федеральный закон от 3*.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" .
______________
Федеральный закон от 30.03.1999 N 52-ФЗ "О санитарно-эпидемиологическом благополучии населения" . - Примечание изготовителя базы данных.

2.2. Постановление Правительства Российской Федерации от 29.10.2007 N 720* "О внесении изменений в пункт 5 Положения о лицензировании деятельности, связанной с использованием возбудителей инфекционных заболеваний ", утвержденного постановлением Правительства Российской Федерации от 22.01.2007 N 31* .
________________
* Документ утратил силу на основании постановления Правительства Российской Федерации от 16 апреля 2012 года N 317

2.3. Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 24.02.2009 N 11 "О представлении внеочередных донесений о чрезвычайных ситуациях в области общественного здравоохранения санитарно-эпидемиологического характера" (зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.04.2009 N 13745).

2.4. Приказ Министерства здравоохранения и социального развития Российской Федерации от 7.07.2009 N 415н "Об утверждении квалификационных требований к специалистам с высшим и послевузовским медицинским и фармацевтическим образованием в сфере здравоохранения" (зарегистрирован в Минюсте Российской Федерации 09.07.2009 N 14292).

2.6. СП 1.2.036-95 "Порядок учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности" (утв. постановлением Госкомсанэпиднадзора Российской Федерации от 28.08.1995 N 14).

2.7. СП 3.1.7.2642-10 "Профилактика туляремии" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 31.05.2010 N 61 "Об утверждении СП 3.1.7.2642-10" . Зарегистрировано в Минюсте РФ 7.07.2010 N 7745).

2.8. СП 1.3.1285-03 "Безопасность работы с микроорганизмами I-II групп патогенности (опасности)" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 15.04.2003 N 42 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.3.1285-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 10.05.2003 N 4545).

2.9. СП 1.3.1318-03* "Порядок выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 30.04.2003 N 85 "О введении в действие санитарно-эпидемиологических правил СП 1.2.1318-03" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 19.05.2003 N 4558).
______________
* Вероятно ошибка оригинала. Следует читать: СП 1.2.1318-03 . - Примечание изготовителя базы данных.

2.12. СП 3.4.2318-08 "Санитарная охрана территории Российской Федерации" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 22.01.2008 N 3 "Об утверждении санитарно-эпидемиологических правил СП 3.4.2318-08" . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 3.04.2008 N 11459).

2.13. СанПиН 2.1.7.2790-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к обращению с медицинскими отходами" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 9.12.2010 N 163 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 17.02.2011 N 19871).

2.14. СанПиН 2.1.3.2630-10 "Санитарно-эпидемиологические требования к организациям, осуществляющим медицинскую деятельность" (утв. постановлением Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 18.05.2010 N 58 . Зарегистрировано в Минюсте Российской Федерации 9.08.2010 N 18094).

2.15. Санитарные правила по устройству, оборудованию и содержанию экспериментально-биологических клиник (вивариев) (утв. главным государственным санитарным врачом СССР от 6.04.73 N 1045-73).

2.16. МУ 3.1.2007-05 "Эпидемиологический надзор за туляремией".

2.17. МУ 3.3.2.2124-06 "Контроль диагностических питательных сред по биологическим показателям для возбудителей чумы, холеры, сибирской язвы, туляремии".

2.18. МУК 4.2.2316-08 "Методы контроля бактериологических питательных сред".

2.19. МУ 1.3.2569-09 "Организация работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности".

2.20. МУ 4.2.2495-09 "Определение чувствительности возбудителей опасных бактериальных инфекций (чумы, сибирской язвы, холеры, туляремии, бруцеллеза, сапа и мелиоидоза) к антибактериальным препаратам".

3. Перечень сокращений

ЛПС - липополисахарид

ЛПУ - лечебно-профилактическое учреждение

ООИ - особо опасные инфекции

СП - санитарно-эпидемиологические правила

СанПиН - санитарно-эпидемиологические правила и нормативы

МУ - методические указания

ПБА - патогенный биологический агент

МФА - метод флуоресцирующих антител

ИФА - иммуноферментный анализ

ПЦР - полимеразная цепная реакция

РА - реакция агглютинации

РНГА - реакция непрямой гемагглютинации

РТНГА - реакции торможения непрямой гемагглютинации

РНАт - реакция нейтрализации антител

МИС - магноиммуносорбенты

РЛА - реакция латекс-агглютинации

ИХ - иммунохроматография

ИХ-тест - иммунохроматографический тест

4. Общие положения

Характеристика болезни и возбудителя туляремии

Туляремия - зоонозная системная природно-очаговая бактериальная инфекционная болезнь, характеризующаяся симптомами общей интоксикации, лихорадкой, воспалительными изменениями в области ворот инфекции, регионарным лимфаденитом, склонностью к затяжному течению.

Основными резервуарами и источниками возбудителя туляремии в естественных условиях являются дикие животные (около 50 видов), главным образом различные виды грызунов, и зайцы. На территории природных очагов туляремии могут заражаться овцы, свиньи, крупный рогатый скот. Резервуаром и переносчиками возбудителя являются также кровососущие членистоногие: иксодовые и гамазовые клещи, комары, слепни, блохи. Больной человек эпидемиологической опасности не представляет.

Как и для всех зоонозов, для туляремии характерна множественность механизмов (аспирационный, контактный, фекально-оральный, трансмиссивный), а также путей и факторов передачи. В соответствии с Международной статистической классификацией болезней и проблем, связанных со здоровьем (Десятый пересмотр. Женева, 2003, (МКБ-10), и по локализации основного патологического процесса различают следующие формы туляремии:

А21.0 - ульцерогландулярную (язвенно-бубонную);

А21.1 - окулогландулярную (глазо-бубонную);

А21.2 - легочную;

А21.3 - желудочно-кишечную (абдоминальную);

А21.7 - генерализованную;

А21.8 - другие формы туляремии (ангинозно-бубонную);

5.1.1. Требования к лабораториям лечебно-профилактических учреждений, осуществляющим исследования на туляремию

Лечебно-профилактические учреждения, лаборатории которых осуществляют диагностические исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей III-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ЛПУ должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных заболеваний человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных культур холерных вибрионов (подозрительных) должны осуществляться в соответствии с действующими нормативными документами о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.



Проведение исследований на всех этапах - отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с учреждениями Роспотребнадзора - должно соответствовать требованиям действующих нормативных и распорядительных документов.



Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп патогенности на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож. 8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет и иметь сертификат специалиста.









Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ЛПУ включает:












Правила ведения документации





Для забора материала и проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ должны быть в наличии:





Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты (для отбора проб клинического материала и проведения иммуносерологических реакций).

5.1.2. Номенклатура и объем исследований

В ЛПУ производят отбор клинического материала от лиц с подозрением на туляремию, больных различными формами туляремии и вакцинированных, а также секционного материала от умерших лиц.

В бактериологических лабораториях ЛПУ проводят исследования сывороток крови от больных туляремией и вакцинированных против туляремии лиц иммуносерологическими и аллергологическим методами:

1) выявление антител в парных сыворотках;

2) проведение реакции лизиса лейкоцитов.

Врач-инфекционист ЛПУ осуществляет оценку аллергологического статуса больных путем постановки аллергической пробы с тулярином.

5.1.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях лечебно-профилактических учреждений

Отбор и транспортирование проб клинического материала

Материал от больных забирает медицинский персонал ЛПУ при поступлении больного, до начала лечения антибактериальными препаратами. Забор проб осуществляют два медицинских работника, один из которых врач-инфекционист или терапевт (хирург), подготовленный по вопросам диагностики особо опасных инфекций и соблюдения требований биологической безопасности при работе с клиническим материалом, подозрительным на содержание возбудителей инфекционных болезней I-II групп патогенности. Материал от вакцинированных лиц забирает медицинский персонал ЛПУ

Секционный материал забирают медицинские работники патолого-анатомических отделений (или БСМЭ) в присутствии специалиста по особо опасным инфекциям, руководствуясь действующими методическими указаниями по организации и проведению первичных противоэпидемических мероприятий в случаях выявления больного (трупа), подозрительного на заболевания инфекционными болезнями, вызывающими чрезвычайные ситуации в области санитарно-эпидемиологического благополучия населения, с соблюдением регламентированных требований биологической безопасности при работе с патогенными биологическими агентами I-II групп.

Для направления в бактериологические лаборатории учреждений Роспотребнадзора забирают:

от больных людей в зависимости от клинической формы болезни: содержимое бубона, материал из зева, с конъюнктивы глаза, отделяемое язвы, мокроту, кровь;

от умерших людей: увеличенные лимфатические узлы, измененные участки легких и селезенки, трахеи;

от вакцинированных людей: кровь.

Забор проб всех видов материала осуществляют в стерильную стеклянную или пластиковую посуду, соответствующую объему проб.

Пунктат из бубона берут до 14-20 суток болезни шприцем емкостью не менее 5 мл. Кожу на участке, намеченном для прокола, обрабатывают 70%-м спиртом, а затем смазывают 5%-м раствором йода и вновь протирают 70%-м спиртом. Иглу вводят с таким расчетом, чтобы ее острие достигло центральной части бубона, после чего, оттянув до отказа поршень, медленно вынимают иглу. Содержимое переносят в стерильную пробирку с завинчивающейся пробкой. Можно перед взятием материала ввести в бубон 0,3-0,5 мл стерильного 0,9%-го раствора натрия хлорида и затем отобрать содержимое. При вскрывшемся бубоне забирают материал отдельно из периферической плотной части и отделяемое свища.

Перед взятием отделяемого язвы, папулы, везикулы или отторгнутого струпа прединъекционной дезинфицирующей салфеткой осторожно очищают кожу вокруг пораженного места, при необходимости стерильной марлевой салфеткой удаляют некротические массы, гной. Прокатывая тампон по раневой поверхности от центра к периферии в течение 5-10 с абсорбируют материал на тампон. Тампон с материалом помещают в пробирку или транспортную среду. При использовании шприца иглу вводят у края везикулы (пустулы) и затем продвигают к середине. У язв пунктируют плотный край.

Мокроту собирают в специальные широкогорлые контейнеры с завинчивающейся крышкой.

Отделяемое слизистой зева забирают натощак или через 3-4 ч после еды. Аккуратно прижимая язык шпателем, вводят тампон между дужками миндалин и язычком (нельзя касаться тампоном губ, щек, языка) и собирают материал с задней поверхности глотки, миндалин и участков воспаления или изъязвления слизистой. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или в пробирку с транспортной или питательной средой.

Кровь для исследований берут с соблюдением правил асептики и мер индивидуальной защиты. Кровь забирают из локтевой вены в количестве 10-20 мл одноразовым шприцем и переносят в пробирку для посева на питательные среды и заражения биопробных животных, в пробирку с антикоагулянтом (4%-й раствор натрия цитрата в отношении 1:10 к объему крови или 6%-й раствор ЭДТА в отношении 1:20 к объему крови) для ПЦР-анализа, в пробирку для получения сыворотки для иммуносерологических реакций.

Для постановки кровяно-капельной реакции агглютинации и реакции лейкоцитолиза кровь берут из пальца.

Отделяемое конъюнктивы глаза следует забирать до 17 суток болезни с помощью стерильного тампона, предварительно увлажненного 0,9%-м раствором натрия хлорида. Пробы из каждого глаза собирают отдельными тампонами двумя-тремя круговыми движениями по слизистой оболочке глаза. Тампон с материалом помещают в стерильную пробирку или транспортную среду. При наличии обильного гнойного отделяемого стерильным сухим ватным тампоном берут гной с внутренней поверхности нижнего века движением к внутреннему углу глазной щели. Необходимо следить, чтобы ресницы не касались тампона (придерживать веко рукой). Доставка материала в лабораторию в течение 1 ч, если используются специальные транспортные среды - в течение суток.

Емкости с пробами маркируют, обрабатывают снаружи дезинфицирующим раствором, упаковывают в полиэтиленовый пакет с застежкой-молнией и помещают в контейнер для транспортирования биологического материала на исследование. Контейнер с упакованным материалом опечатывают и отправляют в лабораторию с нарочным на специально выделенном транспорте. Поверхность стола после упаковки проб обрабатывают дезинфицирующим раствором.

На доставляемые в лабораторию пробы заполняют направление (прилож.1), в котором указывают: адрес учреждения, в которое направляется проба (пробы); фамилию, имя, отчество больного (умершего); пол, возраст, место жительства, дату заболевания, дату обращения за медицинской помощью, дату госпитализации, предварительный диагноз; особенности эпидемиологического анамнеза; проводилась ли больному до взятия материала антибактериальная терапия (когда, какие использовались препараты, в какой дозе); вид материала, взятого для бактериологического исследования; цель исследования; дату и час забора материала; адрес, по которому следует сообщить результаты бактериологического исследования; наименование учреждения, должность, фамилию и инициалы лица, направляющего пробу (пробы), подпись; время доставки пробы; должность, фамилию и инициалы принявшего пробы.

Материал транспортируют в лабораторию в сумке-холодильнике. В случае отсутствия условий для хранения материала на холоде время от момента взятия материала до начала исследования не должно превышать 5-6 ч.



Постановку и учет иммуносерологических реакций проводят в бактериологической лаборатории ЛПУ в соответствии с инструкциями по применению диагностических препаратов. В динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у больных и вакцинированных лиц определяют in vitro

Постановку и учет результатов аллергической пробы с тулярином (аллерген туляремийный жидкий, суспензия для накожного скарификационного нанесения) у лиц, зараженных или подозрительных на зараженность туляремией, осуществляет врач-инфекционист ЛПУ в соответствии с инструкцией по применению препарата.

Следует помнить, что аллергическая проба остается положительной у лиц, переболевших туляремией.

5.1.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов серологического и аллергического исследования сывороток на туляремию в бактериологических лабораториях ЛПУ осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов для историй болезней - по унифицированным формам.

5.1.5. Порядок взаимодействия лечебно-профилактических учреждений с организациями Роспотребнадзора

5.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании (городе и административных районах субъекта, объединенных по территориальному признаку) в субъекте Российской Федерации

5.2.1. Требования к лабораториям филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе филиалов которого функционируют бактериологические лаборатории, должен иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV (или III-IV) групп патогенности (опасности).

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами III-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с действующими санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.



Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с освоением методов безопасной работы с возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), имеющие допуск к работе с ПБА III-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие диагностические исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки в соответствии с номенклатурой проводимых исследований (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификат специалиста и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, выполняющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней III-IV групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Сотрудники учреждения, привлекаемые к эпизоотологическому обследованию энзоотичной территории, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях включает:

контроль качества диагностических препаратов и тест-систем, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют в соответствии с требованиями действующих нормативно-методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в бактериологических лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" должны быть в наличии:

диагностические препараты, тест-системы, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6).

Рекомендуется для забора материала иметь комплект медицинский (укладку универсальную для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Персонал должен быть обеспечен спецодеждой и средствами индивидуальной защиты.

5.2.2. Номенклатура и объем исследований

Лаборатории филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальных образованиях в субъекте Российской Федерации при осуществлении эпидемиологического надзора проводят контроль состояния противотуляремийного иммунитета у вакцинированных людей.

Исследования осуществляют в следующем объеме:

1) выявление антител;

2) постановка реакции лизиса лейкоцитов.

Если лаборатория ЛПУ не выполняет серологические исследования на туляремию, сыворотку больных или с подозрением на это заболевание исследуют в филиале ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (по договоренности).

5.2.3. Порядок лабораторной диагностики туляремии в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации

Состояние иммунитета у вакцинированных проверяют через 5 лет после вакцинации и в последующем - 1 раз в 2 года.

Контроль состояния противотуляремийного иммунитета осуществляют с помощью аллергологического (реакция лейкоцитолиза) или одного из серологических методов исследования (РА, реакция объемной агломерации, РНГА, ИФА). При этом предпочтительнее использовать серологические методы исследования. Материалом для исследования являются кровь и сыворотка крови вакцинированного. При необходимости можно использовать кровяно-капельную реакцию, которая позволяет выдать ответ в течение 5 мин и может быть поставлена с сухой каплей крови.

От больных или лиц с подозрением на туляремию в динамике заболевания исследуют парные сыворотки с интервалом 7-10 дней. Диагностически достоверным является 4-кратное и более увеличение титра антител.

Гиперчувствительность у вакцинированных и больных лиц определяют in vitro в реакции лейкоцитолиза в соответствии с действующими методическими указаниями по эпидемиологическому надзору за туляремией.

5.2.4. Оформление результатов исследования

Регистрацию результатов исследований в лабораториях филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации осуществляют в соответствии с учетными формами, установленными в учреждении. Выдача ответов - по унифицированным формам.

5.2.5. Порядок взаимодействия филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в муниципальном образовании в субъекте Российской Федерации с другими организациями Роспотребнадзора

Информация о результатах лабораторной диагностики туляремии в лаборатории филиала ФБУЗ Центр гигиены и эпидемиологии в субъекте Российской Федерации передаётся в соответствии с действующими нормативными документами.

5.3. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.1. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы и лаборатории особо опасных инфекций

Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, в структуре которых отсутствуют отделы или лаборатории особо опасных инфекций, соответствует порядку организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий филиалов ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации (раздел 5.2).

5.3.2. Порядок организации и проведения лабораторной диагностики туляремии для лабораторий особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации

5.3.2.1. Требования к лабораториям особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющим исследования на туляремию.

Наличие разрешительных и регламентирующих работу документов

ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, на базе которых функционируют лаборатории особо опасных инфекций, выполняющие исследования на туляремию, должны иметь лицензию на осуществление деятельности, связанной с использованием возбудителей II-IV групп патогенности (опасности).

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации, осуществляющие исследования на туляремию, должны иметь санитарно-эпидемиологическое заключение о возможности проведения работ с микроорганизмами II-IV групп патогенности (опасности) в соответствии с действующими СП о порядке выдачи санитарно-эпидемиологического заключения о возможности проведения работ с возбудителями инфекционных болезней человека I-IV групп патогенности (опасности), генно-инженерно-модифицированными микроорганизмами, ядами биологического происхождения и гельминтами.

Лаборатории ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации должны быть аккредитованы на техническую компетентность в установленном порядке в соответствии с действующей законодательной базой Российской Федерации.

Учет, хранение, передача и транспортирование выделенных подозрительных культур возбудителя туляремии и/или проб клинического материала должны осуществляться в соответствии с действующими СП о порядке учета, хранения, передачи и транспортирования микроорганизмов I-IV групп патогенности.

Утилизация отходов должна осуществляться в соответствии с регламентированными санитарно-эпидемиологическими требованиями к обращению с медицинскими отходами.

Проведение исследований на всех этапах: отбор проб, их хранение, доставка в лабораторию, регистрация, порядок исследования, выдача результатов, взаимодействие с организациями Роспотребнадзора должны соответствовать требованиям действующих нормативных документов.

Требования к специалистам и персоналу, участвующим в выполнении исследований на туляремию

Исследования на туляремию могут выполнять специалисты не моложе 18 лет с высшим и средним медицинским, биологическим образованием, окончившие курсы подготовки по специальности "Бактериология" с основами безопасной работы с патогенными биологическими агентами (ПБА) I-II групп, имеющие допуск к работе с ПБА II-IV групп на основании приказа руководителя учреждения. Специалисты, проводящие исследования на туляремию, должны иметь необходимые профессиональные навыки (прилож.8).

Специалисты, осуществляющие деятельность, связанную с использованием возбудителей инфекционных болезней, должны иметь сертификаты и повышать квалификацию не реже одного раза в пять лет.

Требования к обеспечению безопасности работы персонала

Каждая лаборатория, осуществляющая исследования на туляремию, должна иметь пакет документов, определяющих режим безопасной работы сотрудников с учетом характера работ, особенностей технологии, свойств микроорганизмов. Документы должны быть согласованы с комиссией по контролю соблюдения требований биологической безопасности, специалистами по охране труда, противопожарным мероприятиям и утверждены руководителем учреждения. Результаты проверок знаний правил техники безопасности персонала при проведении работ фиксируются в специальном журнале.

Специалисты, осуществляющие эпизоотологическое обследование энзоотичной по туляремии территории и его лабораторное обеспечение, должны быть вакцинированы против туляремии с последующим контролем уровня иммунитета и регистрацией результатов в специальном журнале.

Все сотрудники должны выполнять требования по обеспечению безопасности работы с материалом, подозрительным или зараженным возбудителями инфекционных болезней I-II групп патогенности (опасности), в соответствии с действующими нормативными документами.

Порядок организации внутреннего контроля качества лабораторных исследований

Контроль качества диагностических исследований на туляремию в лабораториях ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" включает:

контроль качества питательных сред, диагностических препаратов и тест-систем, дисков с антибактериальными препаратами, дистиллированной воды, химических реактивов и дезинфицирующих средств;

своевременную поверку средств измерений, аттестацию испытательного оборудования;

контроль качества стерилизации лабораторной посуды;

контроль работы паровых и суховоздушных стерилизаторов;

контроль работы бактерицидных ламп;

контроль температурного режима холодильников;

контроль температурного режима термостатов;

проверку состояния воздуха производственных помещений и боксов, температурного режима, влажности;

проверку санитарного состояния помещений, включая условия уборки, дезинфекции, контроль смывов с поверхностей и оборудования.

Результаты контроля фиксируют в специальных журналах.

Правила ведения документации

Ведение лабораторной документации, включая регистрационные и рабочие журналы, осуществляют ежедневно в соответствии с требованиями действующих методических документов.

Требования к материальным ресурсам, необходимым для выполнения диагностических исследований на туляремию

Для проведения диагностических исследований на туляремию в лабораториях должны быть в наличии:

питательные среды, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.2);

диагностические препараты, тест-системы, антибактериальные препараты, зарегистрированные в установленном порядке (прилож.3, 7);

химические реактивы (прилож.4);

приборы, оборудование, расходные материалы (прилож.5, 6);

комплект медицинский (укладка универсальная для забора материала от людей и из объектов окружающей среды для исследования на особо опасные инфекционные болезни).

Питательные среды подлежат обязательному контролю согласно действующим методическим указаниям по контролю диагностических питательных сред по биологическим показателям (для возбудителя туляремии).

5.3.2.2. Номенклатура и объем исследований.

Лаборатории ООИ ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъектах Российской Федерации, проводят:

исследование материала от больных и умерших с подозрением на туляремию;

исследование материала от лиц, подлежащих обследованию на туляремию в соответствии с требованиями эпиднадзора (по согласованию);

исследование проб, собранных в ходе эпизоотологического обследования территории;

исследование проб из объектов окружающей среды;

идентификацию выделенных культур возбудителя туляремии по сокращенной схеме;

контроль качества и ингибирующих свойств питательных сред.

Диагностические исследования материала осуществляют в следующем объеме:

а) индикация возбудителя в нативном материале методами экспресс- и ускоренной диагностики (МФА, ПЦР, ИФА, РА, РНГА, РНАт, селективное концентрирование на МИС с последующей постановкой ИФА);

б) постановка биологической пробы;

в) посев на питательные среды с целью выделения чистой культуры возбудителя;

г) выявление антител к возбудителю туляремии;

д) идентификация выделенной культуры по сокращенной схеме.

5.3.2.3. Порядок диагностических исследований на туляремию в лабораториях особо опасных инфекций ФБУЗ "Центр гигиены и эпидемиологии" в субъекте Российской Федерации.

Порядок исследования клинического материала

Отбор материала осуществляют в соответствии с п.5.1.

Для выявления возбудителя туляремии используют диагностические препараты и сложные агаровые или желточные среды с добавлением цистеина, тканевых экстрактов, дефибринированной крови, глюкозы, зарегистрированные в установленном порядке. Каждая серия агара должна быть проверена на чувствительность к росту туляремийного микроба согласно действующим нормативно-методическим документам. Для подавления роста посторонней микрофлоры используют пенициллин (100 ед./мл), ампициллин (100 ед./мл), полимиксин В (50-100 мкг/мл), кефзол (или цефалексин), амфотерицин В (или амфоглюкамин), ристомицина сульфат и некоторые другие антибактериальные препараты.

Объекты с посевами инкубируют при температуре 37 °С. Просмотр посевов осуществляют через 24-48 ч (далее - ежедневно в течение 10 суток от момента посева).

Подготовку проб для ПЦР осуществляют в соответствии с требованиями методических указаний по организации работы лабораторий, использующих методы амплификации нуклеиновых кислот при работе с материалом, содержащим микроорганизмы I-IV групп патогенности.

Исследование материала от больного человека (трупа)

I этап:

приготовление мазков, окраска фиксированных мазков по Грамму, Романовскому-Гимзе, иммуноглобулинами флюоресцирующими туляремийными;

постановка ПЦР;

постановка иммуносерологических реакций для обнаружения антигенов и антител к возбудителю туляремии (РА, МФА, РНГА, РНАт, ИФА и др.);

постановка реакции лейкоцитолиза (кровь больного);

заражение биопробных животных (морские свинки внутрибрюшинно; белые мыши внутрибрюшинно или подкожно (кровь, пунктат бубона), подкожно (мокрота, мазок из зева, вскрывшийся бубон, отделяемое язвы, конъюнктивы);

посев на плотные питательные среды (кровь, пунктат бубона);

посев на плотные питательные среды с ингибиторами посторонней флоры (мокрота, мазок из зева, субстрат из вскрывшегося бубона, отделяемое язвы, конъюнктивы).

II этап (2-6 ч от начала исследования):

учет результатов МФА, ИФА, ПЦР;

учет результатов РА, РПГА и РНАт через 18-24 ч;

выдача предварительного положительного ответа на основании наличия в мазках мелких кокковидных палочек грамотрицательных или сиреневого цвета при окраске по Романовскому-Гимзе, их специфического свечения при окраске мазка иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными, положительного результата ПЦР, положительных иммуносерологических реакций при отрицательных контролях.

III этап (48-72 ч от начала исследования):

просмотр посевов нативного материала на агаровых пластинках;

бактериоскопия мазков из подозрительных колоний (окраска по Граму);

постановка ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба с материалом из подозрительных колоний;

отсев подозрительных колоний туляремийного микроба на питательный агар для выделения чистой культуры;

выдача подтверждения предварительного положительного ответа на основании наличия характерного роста на плотных питательных средах, наличия в мазках из колоний мелких грамотрицательных кокковидных палочек, положительного ИХ-теста для экспресс-идентификации туляремийного микроба.

IV этап (3-5-е сутки от начала исследования):

после накопления чистой культуры постановка тестов для ее идентификации. Идентификацию выделенной культуры проводят по следующим тестам:

морфология клетки, характер окраски по Граму и иммуноглобулинами флуоресцирующими туляремийными;

характер роста на питательных средах FT-arape или на свернутой желточной среде Мак-Коя;

отсутствие роста на простых питательных средах (мясопептонном агаре и/или бульоне);

агглютинация культур специфической туляремийной сывороткой или постановка РЛА с выделенной культурой;

экспресс-идентификация туляремийного микроба с использованием ИХ-теста;

выявление видоспецифичных ДНК-мишеней методом ПЦР;

вскрытие павших биопробных животных, посев органов и крови на плотные питательные среды, приготовление и просмотр мазков-отпечатков органов, постановка ПЦР с суспензиями органов.

V этап (5-15-е сутки от начала исследования):

учет результатов идентификации культур;

просмотр посевов материала от павших биопробных животных;

вскрытие и исследование забитых биопробных животных;

выдача окончательного положительного ответа проводится на основании выделения чистой культуры туляремийного микроба из посевов нативного материала, его идентификации по морфологическим, культуральным свойствам, положительных результатов иммуносерологических реакций, наличию ДНК возбудителя, а также на основании выделения идентичных культур от павших или забитых лабораторных животных.

Вторая группа . Высоковосприимчивые, но малочувствительные млекопитающие (заражаются при попадании в организм единичных микробных клеток возбудителя туляремии, болеют тяжело, но быстро освобождаются от микроба, приобретая устойчивый иммунитет). К этой группе относятся полевая мышь, все виды крыс и сусликов, белки, бурундуки, бобры, ежи, выхухоль, кутора, белозубка и некоторые другие виды млекопитающих.

Третья группа . Маловосприимчивые и практически нечувствительные млекопитающие. К ним относится большинство хищных млекопитающих и сельскохозяйственных животных.

Схема исследования полевого материала

Лабораторное исследование полевого материала начинают сразу же после его поступления. Допускается его кратковременное хранение (не более 20 ч) при температуре от 4 до 6 °С. При вскрытии зверьков на месте сбора возможно хранение органов и доставка их в лабораторию в консерванте. Консервантами могут служить вазелино-парафиновая смесь (1 часть парафина и 10 частей вазелинового масла смешивают и стерилизуют 45 мин прогреванием на кипящей водяной бане), 5%-й раствор поваренной соли, кроме того, используют глубокое замораживание в жидком азоте и др. В консервантах и при низкой температуре органы животных можно сохранять в течение одного месяца.

Исследование проводят биологическим, бактериоскопическими (световая и люминесцентная микроскопия), бактериологическими (посев на питательные среды, выделение чистых культур и их идентификация), молекулярно-генетическим (ПЦР-анализ) и иммуносерологическими (РА, РЛА, РНГА, РНАт, РНАг, ИФА) методами. Схема исследования материала зависит от группы чувствительности животных и от того, в каком виде доставлен материал.

Мелких млекопитающих , добытых в природе орудиями лова или живыми, исследуют групповым методом, объединяя в одну пробу органы нескольких зверьков (5-10) одного вида и пойманных в одном месте.

Для исследования отбирают кусочки селезенки, печени, лимфатические узлы, кровь или "смывы" из грудной полости. Материал исследуют биологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

Суспензию органов используют для заражения биопробных животных и выявления антигенов и ДНК возбудителя туляремии. Сыворотку крови или "смывы" из грудной полости исследуют на наличие антител к возбудителю туляремии.

Трупы зверьков , погибших в природе, павших в лаборатории, или животных, у которых при вскрытии обнаружены патолого-анатомические изменения, характерные для туляремии, подвергают индивидуальному исследованию. Кусочки селезенки, печени, почек, лимфатические узлы, костный мозг исследуют биологическим, бактериологическим, молекулярно-генетическим и иммуносерологическими методами.

В условиях установленной эпизоотии при исследовании животных первой группы можно ограничиться посевом органов на питательные среды и бактериоскопией мазков из органов, сохраняя часть их на холоде до получения результатов исследований. В сомнительных случаях прибегают к биологическому методу. Животных второй и третьей групп биологическим методом исследуют обязательно.

Вероятность обнаружения возбудителя туляремии в органах животных первой группы при микроскопическом исследовании (лучше использовать люминесцентную микроскопию) значительно выше, чем при бактериоскопии мазков из органов трупов животных второй группы.

Домашние животные (крупный рогатый скот, свиньи, овцы, северные олени) относятся к видам, малочувствительным к туляремии (третья группа). При их исследовании используют главным образом иммуносерологические методы (РА, РНГА, ИФА), реже - внутрикожную пробу с тулярином. Бактериологический и биологический методы применяют только при обследовании павших, забитых или больных животных. Исследуют в первую очередь лимфатические узлы и селезенку. При серологическом исследовании следует учитывать возможность обнаружения перекрестных реакций с бруцеллами и микробной флорой кишечника животных. Целесообразно исследовать сыворотки домашних животных, по крайней мере, в двух серологических реакциях. Положительные реакции в РНГА следует контролировать в РТНГА.

Погадки хищных птиц и помет хищных млекопитающих рекомендуется исследовать индивидуально. Гибель туляремийного микроба в погадках и помете происходит быстро (в первые сутки; при отрицательных температурах, возможно, медленнее), в связи с чем биологическое и бактериологические исследования этого материала нецелесообразны. Пробы погадок и помета используют для поиска антигена возбудителя туляремии иммуносерологическими методами и ДНК методом ПЦР.

Кровососущих насекомых и других беспозвоночных животных исследуют групповым методом, в одну пробу объединяют насекомых или беспозвоночных животных одного вида (рода) и добытых из одного места.

Взрослых иксодовых клещей объединяют до 50 особей.

Личинок объединяют по 100-200 экземпляров, нимф - по 50-100 в зависимости от степени их упитанности. Промывание личинок и нимф иксодовых клещей в спирте не проводят, т.к. это может повредить анализу.

Блох, гамазовых клещей, вшей сортируют по видам (родам), а также по видам зверьков, с которых они были собраны, помещают в стерильные пробирки и далее подвергают обработке по той же методике, что личинок и нимф иксодовых клещей.

Кровососущих двукрылых насекомых усыпляют парами эфира для ограничения подвижности. У слепней предварительно отстригают конечности и крылья, комаров и мошек исследуют целиком. В один анализ включают до 25-50 слепней или до 100 комаров, или до 250 мошек.

Гидробионтов - ручейников, бокоплавов, дафний, циклопов и других перед исследованием промывают в нескольких порциях воды и 1-2 порциях стерильной дистиллированной воды. У животных, имеющих чехлики или раковинки, последние по возможности удаляют. Животных объединяют в группы по 5-10-50 экземпляров в зависимости от размеров особей отдельных видов.

Обнаружение туляремийного микроба или его ДНК в организме беспозвоночных наиболее эффективно при использовании биологического метода и ПЦР. Также возможно обнаружение специфического антигена туляремийного ЛПС с помощью ИХ-теста.

Пробы воды (100-200 мл) берут из различных водоемов: речек, ручьев, прудов, озер, болот, колодцев и т.п. Наиболее эффективно исследование воды в поименно-болотных очагах туляремии в зимнее время. Пробы берутся в затененном месте, на глубине 10-20 см от поверхности стоячей или слабопроточной воды. Из каждой точки следует брать по 2 пробы. Отбирают пробы в местах обитания зверьков (возле кормовых столиков, нор, хаток бобров или ондатр). Для концентрирования возбудителя используют фильтрование, центрифугирование, магнитные сорбенты и другие приемы. Для исследования используют биологический метод (белой мыши вводят подкожно до 1 мл, а морской свинке - до 5 мл воды), молекулярно-генетический и иммуносерологические методы, направленные на выявление ДНК и антигенов возбудителя туляремии.

Произошла ошибка

Платеж не был завершен из-за технической ошибки, денежные средства с вашего счета
списаны не были. Попробуйте подождать несколько минут и повторить платеж еще раз.

В экспери­ментальных исследованиях правильное содержание и корм­ление лабораторных животных как до, так и во время опыта имеет очень большое значение.

Нарушение режима и рациона питания, несоблюдение ги­гиенических мероприятий при кормлении способствуют ослаб­лению организма животных и повышению их восприимчиво­сти к различным инфекционным и соматическим заболевани­ям. Возникновение их в течение опыта может привести к искажению результатов исследования и, следовательно, к не­правильным заключениям. В кормовой рацион нужно вводить все необходимые для животного организма вещества (белки, углеводы, жиры минеральные вещества, витамины и вода). Из концентратов кролики и морские свинки получают пшено, овес, пшеницу, ячмень, горох, чечевицу, вику кукурузу. Суточная норма концентратов: для взрослых кроликов-80 г, для молодняка-60 г, для морских свинок-20-25 г. Желательно давать в суточной норме животным смесь семян нескольких (2-3) культур. Кроли­ков и свинок можно кормить отходами пищевой промышленности (льняной, подсолнечный и конопляный жмых, пшеничные отруби). Жмых скармли­вают в запаренном и дробленом виде, а отруби-с корнеплодами или жмыхом. Суточные нормы отходов и отрубей-15-20 г для кроликов и 5-10 г для морских свинок.

Из сочных кормов кроликам и свинкам дают хорошо вымытую и наре­занную ломтиками красную морковь (витамин А), репу, свеклу, турнепс и брюкву. Введение в рацион сочных кормов в осенне-зимний период обяза­тельно. Суточная норма корнеплодов для кро­ликов 100-120 г, для морских свинок-80-100 г. Незаменимым кормом для кроликов и свинок в летнее время является свежая трава и овощная зелень, а зимой-проращенное зерно. Из грубых кормов дают сено хорошего каче­ства, а для кроликов также древесный корм (ветки липы, березы, осины, клена, тополя). Поят животных натуральным (пастеризованным или кипя­ченым или ацидофильным) молоком и чистой нехолодной водой. Кроликам молоко необходимо не только для молодняка, но и для беременных и кормя­щих самок.

Белым мышам и крысам дают овес, пшеницу, пшено, ячмень, льняное, конопляное, подсолнечное семя. Во избежание ожирения животных семена масличных культур вводят в рацион в небольших количествах. Суточная норма концентратов: 3-5 г для мышей и 12-15 г для крыс. В корм идут также пшеничный хлеб (кислый ржаной хлеб может вызвать поносы), сухари, каши (овсяная, перловая, пшенная), молодняку-манная каша на молоке. Кроме того, в рацион входят морковь, яблоки-антоновка (последние особенно необходимы при желудочно-кишечных заболеваниях) и зеленые корма (салат, шпинат, морковная ботва).

Ковалевский рекомендует вводить в рацион крысам вареную свеклу и картофельное пюре. Суточная норма хлеба и круп для мышей 3-3,5 г, для крыс-15-20 г, сочных кормов-соответственно 0,5-1 и 2-3 г, зеле­ных кормов, вымытых кипяченой водой и нарубленных,-2-3 и 4-6 г, молоко натуральное (пастеризованное или кипяченное в течение 4-5 ми­нут) или ацидофильное-в количестве 4-5 г мышам и 6-8 г крысам (часть молока используется для приготовления каш).

Кроме того, ежедневно все животные должны получать поваренную соль: мыши-по 0,01 г, крысы-по 0,07 г (в кашу), свинки-0,1 г, кролики-по 0,5 г (в виде раствора с концентратами) и костяную муку, примерно в таких же количествах. В каждую клетку для мышей и крыс кладут кусок 1 -5 г) мела из расчета на 3-4 дня. Для обогащения кормов витаминами в осенне-зимний период дают рыбий жир, сухие облученные дрожжи, томат­ный сок, а свинкам, кроме того, сок черной смородины, настойку шипов­ника (витамин С) и т.п.

Суточная норма рыбьего жира: 0,5 г кроликам, 0,3 г свинкам, 0,2 г крысам и 0,1 г мышам (с концентратами или на хлебе). В качестве подстилки для кроликов применяют солому, торф; для мышей и крыс- мелкое сено.

Кормят и поят животных два раза, а кормящих самок-три раза в сутки, в точно установленное время. Кормушки лучше всего глиняные (из обожженной глины), достаточного веса во избежание перевертывания их животными и удобные для чистки (мойки). Кормушки ежедневно очищают и моют горячей водой. В каждой клетке должно быть по две кормушки: для концентратов и для пойла. Корма задают только свежие.

Лабораторных животных разных видов и возрастов необходимо содержать в отдельных помещениях. При необходимости животных разных видов размещают в одном помещении в разных сторонах.

На каждой клетке, боксе, вольере вешают таблички, где записывают данные о животном и вид эксперимента.

Лабораторных животных содержат в клетках со сплошным дном или с поддонами. Подстилку: опилки, стружки, торф, солому - предварительно обеззараживают автоклавированием или в сушильном шкафу при температуре 160-200 0 С в течение 10-15 мин. При необходимости подстилку сжигают.

Клетки чистят ежедневно. Отходы и мусор из клеток, подстилку складывают в специальный железный бочок с плотно закрывающейся металлической крышкой. После заполнения бачки передают в дезинфекционно-моечные отделения для обеззараживания. Чистку, мойку обеззараживание клеток проводят в специальных помещениях. Трупы для вскрытия хранят в холодильнике не менее 1 суток.

Падеж или вынужденный убой животных регистрируется в специальном журнале.

В конце рабочего дня во всех помещениях (секциях) вивария проводят влажную уборку пола с применением дезинфицирующих веществ (1%-ые растворы хлорамина, едкого натрия и др.).

Существует три системы содержания и разведения лабораторных животных: открытая, закрытая и изолированная.

Закрытая система - при ней лабораторных животных содержат в хорошо освещенных специальных помещениях, где поддерживается стабильный автоматически регулируемый микроклимат и создаются условия, препятствующие возникновению инфекционных болезней.

Изолированную систему - применяют для выращивания линейных и стерильных (безмикробных) лабораторных животных (гнотобионтов).

В питомниках и вивариях животных разного пола, как правило, содержат отдельно. Для случки подсаживают самок к самцам, а не наоборот, так как самцы при помещении в другое помещение (клетку) становятся боязливыми и их внимание отвлекается от самки. После случки самку снова возвращают на прежнее место. При необходимости случку повторяют.

За оплодотворенными самками необходимо тщательно ухаживать, хорошо кормить, особенно к концу плодоношения. За несколько дней до появления потомства для самок готовят отдельную клетку. Клетка должна быть предварительно очищена и продезинфицирована, иметь достаточное количество сухой и мягкой подстилки.

Кроликов, морских свинок, крыс, мышей и др. мелких грызунов размещают по видам и возрасту в клетках. Если кролики содержаться на улице, то лучше строить двухъярусные секции, по нескольку секций в ряд, под одной общей водонепроницаемой двух - или односкатной крышей. Пол в клетках оборудуют реечный или сетчатый. В одной стороне клетки устраивают и кормушку и поилку. Для кроликов приняты следующие размеры клеток в см: длина 120-130, ширина 60-70, высота передней стенки 80-90, высота задней стенки 50-55. При содержании кроликов в помещении клетки лучше изготавливать металлические с двойным полом, между которым вставляют поддон. Размеры такой клетки (см): длина 70, ширина 45, высота 50. Двери изготавливают из проволочной сетки с ячейками размером 2-3 см.

Взрослых кроликов размещают по одному в клетке, молодняк до 3 мес. возраста по 3-5 голов. Крольчат в выгулах или в клетках содержат по 10-15 голов из расчёта 0,2-0,4 м 2 на крольчонка. Их необходимо сортировать и содержать по полу. В клетках оборудуют сетчатый пол на высоте 60-70 см от пола помещения и на расстоянии не менее 45-50 см от стен.

Для морских свинок используют двухъярусные клетки с закрытым верхом, непроницаемым для влаги. Примерные размеры одной клетки (см): длина 65 см, ширина 55, высота 40.

Клетки для мышей и крыс обычно металлические, с выдвижными металлическими противнями. Остов клеток изготавливают из углового железа, бока - из металлической сетки. Размеры такой клетки в см: длина 50, ширина 40, высота 30. Клетки ставят в 2 или 3 яруса на стеллажах из углового железа. Первый ярус должен приподниматься от пола на высоту 50 см.

Собак размещают индивидуально в отдельных боксах (кабинах) размером примерно 1,5 м 2 .

Кошек размещают в вольерах по 5 голов. Там же предусматривают устройство полок-лежаков. Площадь на одну кошку 0,5 м 2 . Перед входом в вольер оборудуют сетчатый тамбур.

Большинство видов лабораторных животных адаптируются на­столько хорошо, что живут и размножаются в самых неблагопри­ятных условиях. Мыши, например, могут переносить все - от тро­пических условий до температуры ниже нуля. Они размножаются даже в холодильниках, в которых хранят запасы замороженного мя­са. Но при какой-то температуре в пределах этого диапазона мыши чувствуют себя лучше всего, именно при этой температуре с не­большими колебаниями в обе стороны их следует содержать.

Свобода передвижения животных в помещении ограничена. Они проводят жизнь в клетках, т.е. в условиях микроклимата внутри клетки. Следовательно, в основу проектирования помещения для животных необходимо положить принцип создания таких ок­ружающих условий, которые обеспечивали бы необходимый мик­роклимат для животных и такие размеры и формы комнат, которые были бы удобны для обслуживающего персонала.

В вивариях и питомниках должны быть так же служебные по­мещения, необходимые в работе по уходу за животными. Практика показывает, что примерно половина общей площади помещения может быть отведена для размещения животных, а другая половина -под комнату для ведения всевозможных записей и т.д.

В небольших вивариях или питомниках указанные соотношения смещаются в сторону преобладания подсобных помещений. К со­кращению полезной площади приводит, также, необходимость соз­дания в них максимальных гигиенических условий, связанных с изо­ляцией животных, стерилизацией поступающих извне материалов и т.д.

Виварий (лат. Vivarium- заповедник для дичи, зверинец) - по­мещение для содержания и разведения лабораторных животных, ис­пользуемых для научных целей и в практике органов ветеринарии и здравоохранения. Виварии бывают весьма различные как по виду, так и по количеству находящихся в них животных, что определяется особенностями научных исследований. Виварии могут быть исполь­зованы не только для содержания, но и для увеличения поголовья лабораторных животных.

Разведение животных в вивариях практикуется обычно в тех случаях, когда для эксперимента необходимо иметь животных оп­ределенного вида, величины, массы, пола и возраста или выращен­ных в специальных условиях кормления, освещения и т.д. Кроме то­го, наличие в вивариях собственного питомника значительно об­легчит проблему бесперебойного снабжения лаборатории необхо­димым количеством мелких животных. В них могут проводиться не­которые научные исследования, например, по выяснению результа­тов длительного влияния различных пищевых рационов и др.

В лабораторной практике разделяют два понятия: виварий - по­мещение для содержания в надлежащих условиях животных, на­ходящиеся в состоянии опыта, и питомник - помещение для раз­множения и содержания животных до использования их. Беспере­бойное снабжение лаборатории животными возможно только при организации крупных питомников, руководимых квалифицирован­ными специалистами и находящихся под жестким ветеринарно-са-нитарным контролем.

Устройство виварий определяется в первую очередь видовым составом животных, в связи с чем различают виварии специализи­рованные (псарни, обезьянники и т.д.) и общего или комплексного типа, обеспечивающие содержание различных животных - собак, кошек, кроликов, морских свинок, белых крыс, мышей. Виварий

также могут включать аквариумы для пресноводных и морских жи­вотных, террариумы для амфибий и рептилий, вольеры и клетки для птиц и другие приспособленные помещения для разных видов мле­копитающих.

Различают помещения зимние и летние, постоянные и вре­менные (так называемые выгулы). В каждом виварий обязательно должно быть карантинное помещение для вновь поступивших и изо­лятор для заболевших животных (при работе с искусственно за­раженными животными всегда предусматривается постройка спе­циально устроенных изоляторов). Для ухода за животными после сложных операций в современных вивариях устраивают, так назы­ваемые клиники, где животным создают особенно благоприятные ус­ловия и где они находятся под постоянным наблюдением.

Клинические помещения могут также использоваться для дли­тельного содержания животных, требующих специального ухода. В случае необходимости при устройстве клиник предусматриваются как общие, так и одиночные палаты. Обязательно должны быть спе­циально оборудованные помещения, позволяющие проводить сан­обработку, как вновь поступивших животных, так и назначенных на операцию или используемых в длительных экспериментах, требую­щих соблюдения определенных санитарно-гигиенических условий (условно-рефлекторные опыты и др.).

В ряде случаев совершенно необходимо иметь в виварии спе­циально оборудованную дезинфекционную камеру, позволяющую быстро обрабатывать зараженные клетки, спецодежду сотрудников и подсобный инвентарь. Должно быть предусмотрено помещение для вскрытия павших животных и хранения трупов. Виварий обо­рудуются кухней с раздаточной, мойкой и складскими помещениями для хранения продуктов и запасного инвентаря (рис.87).

Необходимо уделять большое внимание вентиляции виварий. Обычные методы вентиляции простым отсасыванием воздуха из по­мещения для животных, как правило, оказываются недостаточными. Для удаления газообразных продуктов распада выделений живот­ных, устраивают приточно-вытяжную вентиляцию. Помещения ви­варий должны иметь водоустойчивый, например, каменный или це­ментный пол со сточными канавами и надежными трапами, что по-

(волит быстро производить уборку струей воды из гибкого шланга, подключенного к водопроводу. Чтобы можно было обмывать и де­зинфицировать стены, их облицовывают кафельной плиткой.

Следует отдать предпочтение относительно небольшим по­мещениям для животных. В них меньше шума, который беспокоит животных, их легче вентилировать и поддерживать в них чистоту, наконец, они представляют меньшую опасность в инфекционном отношении. По форме помещения для животных должны быть ско­рее удлиненными, а не квадратными, чем достигается более эко­номное использование пространства (рис.87).

Впрочем, в некоторых случаях более удобны квадратные поме­щения, при этом в центре комнаты остается достаточно места для работы. Так, например, в комнате размером 2,5x5,0 м с одной или двумя дверями, стеллажи с клетками удобно разместить вдоль длин­ных стен. Возможно также размещение стеллажей в центре комнаты с доступом к ним с двух сторон, однако, такое расположение стел­лажей менее экономично.

^ 0

Рис. 87. План вивария для лабораторных животных. Чистые служебные помещения: I - прихожая, туалет, душевые; 2 - контора; 3- кормокухня с недельным запасом кормов; 4 - стерилизационная; 5 - склад подстилочных материалов; 6 - склад клеток; 7- чистый коридор. Помещения для животных: 8 - подопытные животные; 9 - разведения животных: а - стел­лажи. Грязные служебные помещения: 10 - грязный коридор; 11-моечная; 12 - трупо- и мусоросжигалка.

Практика показывает, что в виварий должно быть четыре изол рованные секций. Первая секция предназначается для животны еще не взятых в опыты. Это секция для размножения животных возможно, для поступающих из вне (карантин), ее удобно называ секцией здоровых животных. Вторая - предназначается для по опытных животных. Сюда поступают животные из первой секции остаются здесь на все время опыта. Они не должны возвращаться в секцию здоровых животных. Эту секцию можно назвать секцией подопытных животных. В третьей секции хранятся корма, чистая подстилка, чистые и запасные клетки и другой инвентарь. Четвер­тая - предназначается для чистки клеток, грязной подстилки, тру­пов павших животных и т.д. Чистые клетки и другие предметы обо­рудования возвращаются на склад, откуда их доставляют для ис­пользования в ту или другую секцию для животных.

Большое внимание следует удалять сообщению-связи между на­званными секциями. В идеальном случае чистый и грязный пути циркуляции животных, кормов и инвентаря нигде не должны пере­секаться. В помещении для животных целесообразно устраивать две двери, одну из них для доставки чистых клеток, кормов и т.д., дру­гую для удаления грязных клеток. Таким образом, поток кормов и инвентаря все время идет в одном направлении от чистого к гряз­ному. Клетки и другие предметы оборудования после использования и чистки возвращаются в чистые секции лишь после стерилизации. Если устройство отдельных чистых и грязных переходов оказывает­ся невозможным, тогда одним и тем же переходом можно пользо­ваться с разной целью в разное время дня. Например, для движения грязных материалов - по утрам, а для чистых - во второй половине дня, после тщательного мытья и дезинфекции.

Наиболее удобная для работы удлиненная форма комнат для животных с пристеночным (а) и центральным (б) размещением стел­лажей (В) для клеток и водопроводной раковины (Г). Пристеночное размещение стеллажей, помимо удобства для работы, экономичнее центрального (рис.88).

Рис. 88. Схема размещения стеллажей в комнатах: а-пристеночное; б-центральное; В-клетки; Г-водопроводная раковина.

До сих пор обсуждение касалось помещений для животных в самой общей форме, без относительно того, предназначаются ли они для мышей, морских свинок, крыс или других животных. За немно­гими исключениями, все такие помещения должны быть пригодны для всех видов лабораторных животных. Дорогостоящий и благоус­троенный питомник или виварий не строится на 1-2 года, а виды жи­вотных, которые в нем содержатся, в разные годы могут быть раз­ными. В помещении, которое в этом году используется для мышей, в будущем году могут находиться кролики, и такая перемена должна происходить без серьезной перепланировки.

Цель: изучить правила техники безопасности, требования к подготовке, организации и проведению экскурсий в природе, научиться планировать, проводить и фиксировать наблюдения, ознакомиться с основными методами зоологических исследований и методами коллектирования позвоночных животных.

Оборудование и материалы: рабочая программа учебной практики по зоологии позвоночных, график учебного процесса обучения студентов специальности 050102 «Биология» в текущем учебном году, правила техники безопасности, приборы для наблюдений за погодой (флюгер, нефоскоп, барометр-анероид, гидрометр, термометры, снегомерная рейка, осадкомер Третьякова, объемный снегомер, ручной анемометр), компас, GPS-навигатор, шагомер, курвиметр, бинокль, планшет, карандаши, линейка, рулетка, дневник полевой практики, журнал полевой практики, основная и дополнительная литература по учебной практике.

Работа 1. Изучение рабочей программы учебной практики по зоологии позвоночных

Работа 2. Изучение правил по технике безопасности в период прохождения учебной практики по зоологии позвоночных

Изучите правила техники безопасности, составьте конспект.

Ознакомьтесь с состоянием окружающей среды в Вологодской области, используя «Атлас…» (1995), и с ландшафтно-эпизоотическим районированием территории Вологодской области (Радченко, 2007), составьте список природно-очаговых особо опасных заболеваний, выясните в медпункте ЧГУ и запишите схему прививок от клещевого энцефалита для студентов, поступивших в университет.

Ознакомьтесь со следующими природно-очаговыми заболеваниями и их профилактикой: туляремия, геморрагическая лихорадка с почечным синдромом (ГЛПС), лептоспироз, энцефалит клещевой (весенне-летний), боррелиоз системный клещевой (болезнь Лайма).

Работа 3. Изучение требований, предъявляемых к подготовке, организации и проведению экскурсий

Ознакомьтесь с материалом работы и ответьте на вопросы: какие этапы выделяют в экскурсионной работе? Какие работы выполняют педагог и обучаемый на каждом этапе?

Основной формой работы на полевой практике по зоологии позвоночных служат экскурсии в природу. Они имеют важное об­разовательное значение. Под руководством преподавателя студен­ты-биологи учатся наблюдать животных в естественной для них обстановке, знакомятся с фауной позвоночных животных конк­ретного района. При правильной организации экскурсий студенты смогут научиться узнавать животных по внешнему облику, по голосам, по сле­дам деятельности, устанавливать их биотопические и трофичес­кие связи, место и роль в биоценозах. На экскурсиях студенты приобретают навыки наблюдений за животными, навыки проведения зоологических экскурсий, которые в дальнейшем смогут приме­нить в самостоятельной работе при выполнении курсовых и дипломных работ, а также в своей педагогической работе со школьниками.

Экскурсии в природу проводятся с группами студентов из 10 – 12 человек. Это количество обучающихся на одного руководителя предусмотрено техникой безопасности при проведении экскурсий и походов в природу со студентами и школьниками. И, конечно же, большее количество людей затрудняет наблюдение за осторожными, подвижными живот­ными. Каждая экскурсия планируется и готовится заранее. Преподава­тель определяет основную тему предстоящей экскурсии, например: животные леса или луга. При этом он должен иметь в виду, что любая экскурсия будет в той или иной степени комплексной. Например, при экскурсии в смешан­ный лес будут встречены представители классов птиц, млекопита­ющих, земноводных и пресмыкающихся. При подготовке экскурсии преподаватель по карте или плану местности намечает основной маршрут, проходит его заранее, отмечает возможные объекты для наблюдений: следы, погрызы, погадки, гнезда, норы и т.д. Он должен представлять, какие примерно животные (обычные и массовые виды) могут встретиться на экскурсии. Заранее следует подготовить оборудование и одежду. Для наблюдений за птицами и крупными зверями необходим полевой бинокль (не менее 7 – 8-кратного увеличения). Нужно иметь набор оборудования: компас, план местности или под­робную карту, измерительные инструменты (штангенциркуль, линейку, мерную ленту длиной 10 – 20 м). Для сбора следов деятельности животных: по­гадок, старых гнезд и т.д. – необходимо иметь рюкзак и упако­вочную тару – коробки, пакеты и газетную бумагу. Желательно иметь фотоаппарат (видеокаме­ру), портативный магнитофон (диктофон) для записи и воспро­изведения голосов животных. На экскурсиях необходимы полевые оп­ределители птиц (млекопитающих и т.д.) с цветными изображе­ниями животных.

Экскурсия проводится при благоприятной погоде. Не следует проводить экскурсию при обильных осадках, грозе, сильном ветре. Желательно выбрать такое время суток, когда животные наиболее активны и их легче наблюдать.

Экскурсия делится на несколько частей: вводная часть, основ­ная часть и подведение итогов. В начале экскурсии преподаватель делает небольшое введение, знакомит студентов с целью экскурсии, ее продолжительностью, примерным маршрутом. На первой экс­курсии студенты должны познакомиться с географическим по­ложением, рельефом, гидрографией района, почвами, расти­тельностью. Преподаватель обращает внимание студентов на изменение естественных природных ландшафтов в связи с хозяйственной деятельностью людей, напоминает правила поведения на экскурсии, объясняет важность их строгого соблюдения; показывает, как правильно пользоваться биноклем, чтобы быс­тро обнаружить подвижное животное на значительном расстоя­нии, как незаметно подойти к нему, чтобы рассмотреть, услы­шать, зарисовать, сфотографировать. Студенты визуально опре­деляют и записывают в записные книжки состояние погоды: яс­ность солнечного сияния, степень и характер облачности, нали­чие или отсутствие тумана, дымки, осадков, направление и силу ветра. Преподаватель объясняет, как может изменяться поведение животных при разных параметрах среды. После небольшой вступительной беседы группа направляется на экскурсию. Важно соблюдать определенный порядок следования на экс­курсии: преподаватель идет впереди, студенты следуют за ним компактной группой. При обнаружении животного преподава­тель делает знак, чтобы все остановились и обратили внимание на наблюдаемый объект.

На экскурсии преподаватель рассказывает только о том, что удается наблюдать. Результаты экскурсии представляют собой то, что студентам удалось увидеть, услышать, зарисовать, изме­рить (сфотографировать, снять камерой), записать в записную книжку. Преподаватель дает лишь небольшие пояснения наблюда­емым явлениям. Основа экскур­сии – это наблюдения и небольшие самостоятельные работы сту­дентов. Они рассматривают, определяют, измеряют, рисуют схе­мы. Записи делаются краткими, в дальнейшем в лаборатории во время камеральной обработки со­бранного материала студенты расшифровывают полевые записи. Используя специальную литературу, каждый студент состав­ляет дневник полевой практики, в который заносит все со­бранные и обработанные в лаборатории сведения. Нужно тщательно описывать маршрут, природную обста­новку (рельеф, растительность и т.д.), состояние погоды, количество встреченных отдыхающих и т.д. во время каждой экскурсии. Эти описания обычно предваряют все другие экскурсионные наблюдения. Обычно экскурсия продолжается 3 – 4 часа, за это время практиканты проходят 3 – 7 км.

Следует обратить особое внимание на узнавание животных в природе по внешнему облику, го­лосам, следам деятельности. Большую пользу в обучении могут оказать запи­си пения птиц (например, размещенные на сайте http//www.ecosystema.ru). Можно использовать магнитофонные записи го­лосов птиц и во время экскурсий, например, в лесу для подманивания скрытно держащихся видов.

В конце экскурсии подводятся итоги, отмечаются все на­блюдавшиеся виды животных, уточняется фенологический период их жизни, отмечаются редкие, обычные и многочисленные виды.

Работа 4. Методы полевых исследований по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приведенными в работе сведениями, и, используя литературу, указанную в конце пособия, ответьте на вопросы и выполните задания.

Какое значение имеют методы исследования для учебной полевой практики? Какие основные группы методов полевых исследований принято изучать в рамках учебной практики?

Перечислите основные методы фаунистических исследований.

Какие методы называют прямыми методами изучения животных, а какие – непрямыми?

Что понимают под протоколами наблюдений?

Какие требования предъявляются к записи наблюдений?

Приведите пример содержания самой простой карточки наблюдений.

Назовите основные типы полевых дневников.

В какой программе Windows ведут протоколы наблюдений? Какую информацию содержат таблицы таких дневников?

Какими графическими материалами дополняются экскурсионные записи наблюдений?

Перечислите комплект личного снаряжения и оборудования, включая хирургический инструмент, необходимого для прохождения учебной практики по зоологии позвоночных.

В каком виде сохраняют позвоночных животных для научных и учебных целей?

Ознакомьтесь с дневником Ч. Дарвина во время его путешествия на корабле «Бигль» как образцом работы естествоиспытателя.

Что такое погода? Какие элементы погоды выделяют при ее характеристике? Какие приборы используются для определения температуры, влажности, давления воздуха? Какими приборами определяются скорость, направление и сила ветра?

Какие параметры метеорологических факторов являются оптимальными, а какие критическими для насекомоядных, мышевидных грызунов, куньих-миофагов, куньих-ихтиофагов, копытных?

Как осуществляется движение по азимуту?

Как работают с шагомером и курвиметром?

Какое место занимают географические карты и схемы в зоологической работе? На каких этапах зоологических экскурсий их используют и для каких целей?

Значение методики для успешного проведения экскурсии и исследовательской работы. Успех намеченной экскурсии и исследовательской работы в значительной степени определяется правильно выбранной методикой. Под методикой подразумевается сумма технических приемов, направленных на разрешение той или иной научной проблемы.

Этапы проведения экскурсии и исследования. Экскурсия и исследование осуществляются в несколько этапов – подготовительный, сбор материала в поле, камеральная обработка, обобщение, практическое использование полученных результатов (в частности в курсовой работе или школьном курсе биологии). Последовательность этапов может быть другой, этапы могут повторяться в процессе корректировки исследовательской работы и экскурсии.

Протоколы работы и дневники наблюдений . Запись наблюдений имеет в полевых исследованиях наземных и водных позвоночных исключительно большое значение. Только запротоколированный факт имеет подлинную научную ценность и представляет собой настоящий документ. Запись наблюдений необходимо делать сразу же после наблюдения, ни в коем случае не полагаясь на память (даже при исключительной памяти обилие разнообразных впечатлений может отразиться на точности и достоверности отсроченной фиксации увиденного). При этом можно вести запись сначала на диктофон, затем переносить ее на цифровые или бумажные носители. В записях нужно разграничивать твердо установленные факты от догадок, предположений и сведений, собранных путем опроса других лиц.

Существует несколько способов записи наблюдений, но независимо от того, какой из них используется, необходимо соблюдать некоторые общие правила:

производить записи немедленно или вскоре после наблюдения;

запись наблюдения делать с предельной точностью и ясностью;

всегда указывать дату, время, место и условия наблюдения;

запись делать разборчиво, по возможности без сокращений; если используются сокращения, то они расшифровываются сразу по возвращении с экскурсии.

Тщательное, аккуратное оформление записей чрезвычайно облегчает их последующую обработку. В качестве полевого дневника удобно использовать записные книжки с плотной бумагой, в твердом переплете, формата приблизительно 8 × 11 см. При таком размере дневник свободно помещается в кармане полевой куртки. Записи делаются мягким (2М, В, НВ) простым карандашом или шариковой ручкой, желательно на одной стороне листа. Дневники нумеруются, и на первой странице делается надпись, указывающая период наблюдений, фамилию автора и его адрес с просьбой о возвращении в случае потери.

Наиболее распространенным видом дневника является хронологический дневник. Его часто называют дневником первичных записей . В нем наблюдения протоколируются ежедневно и по порядку. В начале записи указывается число и день недели, затем дается краткая характеристика погоды, далее – экскурсионный маршрут за день и, наконец, следует подробное изложение произведенных наблюдений. Такой дневник имеет те преимущества, что в нем детально фиксируются ход и условия работы, точно отражается последовательность развития сезонных явлений, что позволяет сформировать ясное представление об общих закономерностях в природе в разные годы. А сама техника записей в этом случае максимально простая. Серьезным недостатком хронологических дневников является сложность выборки данных по отдельным видам, местообитаниям и другим вопросам.

Другой вид дневников – предметный , или тематический . Он часто напоминает лабораторный журнал, его страницы обычно имеют вид таблиц, в которые вносятся данные. Нередко дневник заменяется карточками разного формата. В них или в дневниках фиксируются сведения по каждому виду или вопросу последовательно, по мере накопления, в заранее продуманной и подготовленной форме. Содержание и форма самой простой карточки или таблицы представлены ниже.

Фиксация записей в виде таблиц, особенно в приложении Microsoft Office Excel, позволяет обрабатывать данные по видам, биотопам, сезонам, времени суток и т.д. Заполнять такие карточки или таблицы желательно сразу после экскурсии.

Делая первичные записи в полевом дневнике, желательно записывать не только целевые наблюдения (наблюдения объекта исследования), но и другие натуралистические факты, которые в последующем анализе материалов наблюдений позволят сделать более точные оценки и выводы. Как образец работы можно рекомендовать дневник Ч. Дарвина во время его путешествия на «Бигле» (Дарвин, 1935).

Современное полевое зоолого-экологическое исследование должно дополняться графическим материалом – картосхемами, рисунками, фотографиями, а также аудио- и видеозаписями.

Карта или план местности необходимы для полевой работы как в период подготовки, когда происходит предварительное заочное ознакомление с районом и намечаются основные участки и маршруты, так и во время работы в поле. Поэтому следует заранее обеспечить себя как можно более подробными и точными картами и планами или расшифрованными планшетами аэрофото- и космической съемки. В северных лесных районах можно использовать планы леспромхозов с нанесенной на них квартальной сетью, сильно облегчающей не только ориентировку на местности, но и нанесение на карту нужных зоологу данных. Часто кварталы имеют стороны всего в 1 км, а в пределах квартала на плане могут быть обозначены так называемые «выделы», т.е. отдельные участки леса или других угодий. Такие подробные планы представляют исключительную ценность и удобство.

Полезный планово-картографический материал можно получить в местных органах управления, охотничьих хозяйствах, а также у геологов, почвоведов и у геоботаников. Геоботанические карты и планы заслуживают наибольшего внимания в силу исключительного значения растительных сообществ для жизни животных. Карты растительности дают исходный материал для последующей зоолого-экологической оценки. Карты и схемы используются для ориентирования на местности, для нанесения на них маршрутов, учетных линий, пробных площадок и т.д., а также для биосъемки, т.е. для нанесения на нее различных специальных зоологических данных – распространения наиболее важных видов животных, мест их массового скопления, зимовок, путей миграций и кочевок, плотности населения, численности, местонахождения нор, гнезд, колоний, солонцов, водопоев, распределения кормовых ресурсов, изохрон фенологических явлений и т.п.

Если возникает необходимость картирования отдельных небольших участков, почему-либо особенно важных для работы – водоемов, заселенных ондатрой, выхухолью или водоплавающими птицами, колоний, нор или гнезд, то необходимо познакомиться с методикой глазомерной съемки хотя бы в кратком изложении (Новиков, 1949) и включить в научное снаряжение необходимое для нее оборудование: планшет, компас, трехгранную линейку, миллиметровую бумагу, желательно шагомер.

Научная зарисовка . Зоолог должен овладеть минимумом технических приемов рисования, достаточных для изображения необходимой информации. Образцом по использованию техники рисунков являются работы А.Н. Формозова (рис. 1). Рисунок должен схематично, но точно передавать форму и относительные размеры объекта. Обычно необходимо обозначить масштаб или размеры объекта. При зарисовке гнезд важно показать схему расположения их в ветвях.

Рис. 1. След правой передней лапы лисицы, выполненный штриховым и контурным рисунками (по: Формозов, 1989)

Фотографирование . Фотоаппарат прочно вошел в основной арсенал зоолога. Развитие цифровой техники создало основу для еще более широкого применения фотографии в научной работе. Снимок, правильно этикетированный, является не простой иллюстрацией, а таким же научным документом, как запись в дневнике, карта или коллекционный экземпляр. Иногда фотография, например фотография местообитания животного, может заменить длинное описание и дать при этом более ясное представление того, о чем идет речь. Биологические снимки необходимо снабжать какими-либо масштабами для оценки размеров объектов: положить около следа линейку, разместить рядом спичечный коробок, футляр для очков и пр. Без масштаба фотография теряет значительную часть информации. Для съемки животных в природе можно применять некоторые охотничьи приемы – скрадывание, подманивание на голос, засады. Хорошие результаты дает использование скрадка. Если позволяют средства, можно использовать фотоловушки – стационарно установленные фотокамеры с тепловизорами и электромагнитным спуском. Развитие навыков съемки животных следует начинать с домашних животных.

Экскурсионное и экспедиционное оборудование. Успех полевой работы в значительной мере определяется обеспеченностью необходимым оборудованием и снаряжением, о котором в деталях можно прочитать в различных монографиях (см., напр.: Сабанеев, 2004).

Общие естественнонаучные методы полевой работы. Часто необходимые данные по микроклимату гнезд или нор, по защитным условиям различных местообитаний, параметрам среды обитания (например, почвенным), по состоянию кормовых ресурсов и т.д. получают, используя многочисленные приемы и методы, детально описанные Г.А. Новиковым (1949).

Общие зоологические методы полевой работы обычно подразделяют на:

методы фаунистических исследований, позволяющие установить видовой состав животных, обитающих на интересующей территории;

методы количественной оценки популяций;

методы изучения размножения позвоночных животных;

методы изучения питания животных;

методы изучения и регистрации активности животных;

методы изучения сезонных перемещений животных, в частности – миграций птиц (Новиков, 1949). Все эти группы методов имеют специфические особенности при изучении представителей разных классов позвоночных животных – круглоротых, костных рыб, земноводных, пресмыкающихся, птиц и млекопитающих. В рамках практики по зоологии позвоночных ознакомление с основными методами осуществляется на более доступных для наблюдений видах.

Следует заметить, что применяемые в настоящее время методы количественного учета всех позвоночных животных обычно разделяют на две группы. Первая группа включает методы, при использовании которых определяется или общая (тотальная) численность популяции какого-либо вида (например, в результате полного пересчета зверей на морских лежбищах), или плотность населения вида – количество особей на единицу площади учета (например, в результате полного вылова зверьков на пробных площадках). Их называют методами абсолютных учетов численности. Вто­рая группа объединяет методы, которые позволяют определить относительное обилие (относительную численность) вида – количество особей на какую-либо условную единицу измерения: расстояние, время, число встреч за экскурсию или другие показатели. Например, часто подсчитывают число птиц на один километр маршрута, за один час экскурсии или наблюдений на одной точке, про­цент числа встреч конкретного вида от общего числа встреч всех видов за определенное время либо на определенном рас­стоянии. Методы относительного учета обычно используют при изучении фауны для получения сведений о биотопических пред­почтениях отдельных видов или групп видов. Они также делятся на две группы. Первая группа включает способы относительного косвен­ного учета, вторая группа – способы относительного прямого учета. Например, к группе способов относительного косвенного учетаотносится оценка численности зверьков по биологическим индикато­рам. В связи с тем, что хищные птицы-миофаги изменяют районы обитания в за­висимости от обилия (численности) служащих им пищей мел­ких млекопитающих, эти птицы могут быть использованы в ка­честве индикатора заселенности угодий мелкими зверьками (Формозов, 1989).Кгруппе способов относительно прямого учета относится метод учета земноводных и мышевидных грызунов направляющими заборчиками с ловчими конусами.

Основными методами, используемыми для установления видового состава фауны, являются прямые наблюдени я и определения животных в природе . Наблюдать диких животных не всегда легко, так как многие из них скрытные и осторожные или ведут ночной образ жизни. Для наблюдения за дикими животными часто достаточно бинокля и обычного полевого снаряжения (фотоаппарата, записной книжки и пр.). Нередко приходится прибегать и к специальной технике и приборам.

Наблюдения за дикими животными проводятся или на экскурсиях, или путем подкарауливания, сидя на одном месте. Экскурсии могут быть обзорными и целевыми (тематическими). В первом случае экскурсия ведется по какому-либо маршруту и материал собирается подряд, но обычно каждая вылазка имеет свою цель, то более, то менее широкую, но всегда вытекающую из общего плана и программы исследования. Такими экскурсиями могут быть экскурсии для изучения видового состава отдельных биотопов, для наблюдения суточного цикла, сбора материала по питанию и т.п.

Если вы заметили зверя или птицу, то лучше в первый момент не останавливаться, а идти дальше, делая вид, словно не заметили животное. В этом случае оно не так пугается. При скрадывании животного самое важное не делать никаких резких движений, продвигаться постепенно, пользуясь моментами, когда животное чем-нибудь занято, и двигаться не прямо на него, а стороной. При скрадывании зверей нужно внимательно следить за направлением ветра, ибо млекопитающие руководствуются преимущественно обонянием, а затем уже слухом.

Подкарауливание. При умелом выборе места и времени наблюдения подкарауливание позволяет познакомиться с самыми сокровенными сторонами жизни диких животных и получить интереснейшие данные об их экологии и поведении. Особенно полезно устраивать засады около гнезд, нор, на местах кормежки, около водопоев и купалок, у солонцов, на берегах озер и рек, где боровая дичь собирает гальку, на тропах, путях переходов, перелетов или на местах остановок во время миграций. Как экскурсии, так и подкарауливание лучше всего проводить ранним утром или вечером.

Подкарауливание дает еще большие результаты, если применять подманивание животных на пищу, голос и т.д.

Коллектирование собранного материала. Отлов животных, их препарирование и обработка для длительного хранения, сбор продуктов жизнедеятельности животных и их хранение – непременные процедуры, сопровождающие зоологические исследования. Коллектирование животных, принадлежащих к разным классам позвоночных животных, имеет свои особенности и детально описывается в специальных руководствах. В рамках общей практики по зоологии предусматривается ознакомление с некоторыми приемами и методами отлова, препарирования и длительного хранения только амфибий и мелких млекопитающих. Для препарирования животных и снятия необходимых промеров требуются следующие инструменты и материалы (рис. 2): весы с разновесами, линейка, складной метр или рулетка, штангенциркуль, нож-

Рис. 2. Некоторые инструменты для препарирования животных: штангенциркуль, плоскогубцы, острогубцы, скальпели, ножницы, пинцет

ницы, скальпели, пинцеты, скребки для чистки черепов, плоскогубцы или круглогубцы, напильник, мелкозернистый брусок, иголки и нитки, ватман, бумага оберточная, иголки английские, вата и пакля, крахмал (мука картофельная), соль бария или мышьяковистый натр, кисти волосяные, нафталин или другие инсектициды, марля, несессер или футляр для хранения препаровальных инструментов.

Работа 5. Ознакомление с районом проведения практики по зоологии позвоночных

Ознакомьтесь с приказом ректора ЧГУ о прохождении практики студентами, обучающимися по специальности 050102 «Биология» в 2009/10 учеб. г. Используя картографические материалы кафедры биологии ЧГУ, подготовьте индивидуальные карто-схемы района или районов прохождения практики.